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Cultivo Hidropônico de Plantas
Parte 3 - Produção de Mudas para Hidroponia

Pedro Roberto Furlani1
Luis Claudio Paterno Silveira
2
Denizart Bolonhezi
3
Valdemar Faquin
4

            A etapa de produção de mudas é decisiva para conferir sucesso no empreendimento em hidroponia, pois interfere diretamente no aspecto sanitário da cultura, na precocidade da colheita , na eficiência operacional , nos custos e qualidade do produto final. Para hortaliças de maneira geral, pode-se dividir a produção de mudas em duas fases; a 1a, compreendida entre a semeadura ou estaquia até o primeiro par de folhas e a 2a , a partir desta até o quinto par de folhas. O tempo de duração destas fases dependerá, dentre outros fatores, da espécie, da cultivar, do substrato, das condições microclimáticas, do tipo de propagação (vegetativa ou semente), do condicionamento da semente (nua ou peletizada), das condições fitossanitárias do ambiente de produção.

Escolha da semente

            Um aspecto fundamental para reduzir o tempo para formação das mudas é a escolha da semente. Além de verificar a qualidade fisiológica, sanitária e genética, deve-se escolher na hora da compra, sementes peletizadas. Sementes peletizadas são misturadas com um pó inerte e aglutinantes configurando uma formação uniforme, facilitando a semeadura e dispensando o desbaste. Este procedimento aumenta em cerca de 1.000% o tamanho da semente, sendo a quantidade de semente em 1 kg é reduzida em cerca de 250.000 para 27.500 unidades. Normalmente, as sementes peletizadas recebem tratamento denominado “priming”, que reduz o problema da maioria dos cultivares como a fotodormência (luz para poder germinar) e a termodormência (não germina em temperaturas acima de 23o C). Vale ressaltar, que embora este tratamento seja muito eficiente para acelerar o processo de germinação, reduz a longevidade das sementes. Portanto, após a abertura de uma lata de sementes, mesmo com armazenamento adequado, deve ser consumida rapidamente.

Substratos

            A escolha do substrato determinará o tipo de estrutura requerida para produção das mudas. Algumas características devem ser consideradas para a escolha do substrato mais adequado, ou sejam, ser inerte quanto ao fornecimento de nutrientes, ter pH neutro e apresentar retenção de água e porosidade adequadas para a oxigenação das raízes; de oferecer sustentação para a muda e proteção às raízes aos danos físicos.

           Quatro principais tipos de mudas para hortaliças folhosas têm sido usadas no cultivo hidropônico, à saber: substrato organo-mineral, vermiculita, algodão hidrófilo e espuma fenólica. Para hortaliças de frutos, outros substratos podem ser usados, como a perlita, a lã de rocha, argila expandida e areia.

a) Substrato organo-mineral

            Foi muito utilizado no passado, quando outros substratos não eram disponíveis. Este substrato que pode apresentar as mais diferentes composições, conforme a fontes usadas na sua confecção, proporciona bom desenvolvimento das mudas, não sendo necessário o fornecimento de solução nutritiva e nem de uma estrutura física tipo bancada. No entanto, para o cultivo hidropônico, o substrato organo-mineral apresenta as seguintes desvantagens: a) não é inerte, podendo interferir na composição da solução; b) pode ser veículo de transmissão de microorganismos patogênicos; c) requer uso de suporte tipo bandeja de isopor ou de plástico; d) requer, antes do transplantio para o sistema hidropônico, da retirada do substrato aderido ao sistema radicular; e) requer o tutoramento das mudas após o transplantio para o canal de cultivo; f) elevada incidência de danos físicos às raízes durante o processo de limpeza no transplante; g) promove maior risco de entupimento do sistema de irrigação devido a detritos de substrato; h) consome maior tempo na operação de transplantio; i) aumenta a porcentagem de descartes de mudas e portanto, aumenta os custos.

b) Vermiculita

            Este material resulta do aquecimento a 1.090o C do mineral mica, que apresenta após este tratamento a densidade de 90-150 kgm-3, podendo absorver entre 40-50 Lm-3 de água, além de apresentar alta capacidade de troca de cátions. É comercializada em diferentes granulometrias, sendo a no 4 (0,75-1,0 mm) a mais indicada para germinação, todavia recomenda-se para produção em sistema hidropônico a de maior granulometria. Para um bom desenvolvimento das mudas é necessário o fornecimento de solução nutritiva, dessa maneira requer uma bancada. Nesta bancada denominada de "floating" ou piscina, as bandejas de isopor são colocadas para flutuar sobre um filme de solução nutritiva (4-8 cm), de preferencia que esteja em circulação. Convém salientar, que a solução nutritiva nesta fase deve ser mais diluída, cerca de 50% da concentração da fase de produção. Apresenta as mesma desvantagens do substrato organo-mineral, com as exceções de não servir de fonte de patógenos e não interferir na solução nutritiva, entretanto proporciona relativo desenvolvimento de algas na superfície das bandejas.

C) Algodão hidrófilo

            Este substrato ainda é muito usado pelos produtores hidropônicos. É um material simples de ser adquirido, relativamente de baixo custo e não requer a operação de limpeza reduzindo o tempo gasto no transplantio. No entanto, como os anteriores, também não oferece sustentação para as mudas, requer uso de bandejas de isopor ou de plástico, fornecimento de solução nutritiva, e requer a construção do "floating". Também proporciona danos físicos às raízes durante o transplantio. Dentre todos é o substrato que mais favorece o desenvolvimento de algas e o estiolamento das plântulas (sobretudo quando são utilizadas bandejas de 200 e 288 células). Deve-se ressaltar que na semeadura o segredo do sucesso é utilizar pouco algodão, apenas o suficiente para preencher a abertura inferior de drenagem existente em cada célula da bandeja.

d) Espuma Fenólica

            É um substrato estéril, de fácil manuseio e que oferece ótima sustentação para as plântulas, reduzindo sensívelmente os danos durante a operação de transplantio. Dispensa o uso de bandejas de isopor, portanto não requer a construção do "floating", pois após a emergência as mudas são transplantadas diretamente para os canais de crescimento. É comercializado em placas com 2 cm ou 4 cm de espessura e com células pré-marcadas nas dimensões de 2 cm x 2 cm.

            A seguir é apresentado o procedimento recomendado para produção de mudas utilizando placas de espuma fenólica.

            1) Dividir a placa de espuma fenólica em duas metades;

            2) Lavar muito bem cada placa com água limpa. Uma maneira fácil de efetuar essa operação é enxaguar diversas vezes com água para eliminar possíveis compostos ácidos remanescentes de sua fabricação. O uso de um tanque com dreno facilita o trabalho. Para evitar que a placa de espuma se quebre durante o seu manuseio, usar um suporte com perfurações . Por exemplo, a parte dorsal (base) de uma bandeja de isopor ou chapa de madeira ou de plástico ou de PVC ou de acrílico com perfurações de 0,5-1,0 cm de diâmetro e alocadas de forma aleatória no suporte. Estas perfurações auxiliam a drenagem do excesso de água da espuma fenólica.

            3) Caso as células não estejam perfuradas para a semeadura, efetuar as perfurações usando-se qualquer tipo de marcador com diâmetro máximo de 1,0 cm, tomando-se o cuidado de que os orifícios fiquem com no máximo 1cm de profundidade. O orifício de forma cônica possibilita melhor acomodamento da semente e evita compactação da base favorecendo a penetração da raiz na espuma fenólica.

            4) Efetuar a semeadura conforme determinado para cada espécie de hortaliça. No caso de alface, usar apenas uma semente quando a mesma for peletizada, ou no máximo três no caso de semente nua (neste caso há necessidade de efetuar o desbaste após a emergência, deixando-se apenas uma plântula por célula). Para as outras hortaliças de folhas, caso de rúcula, agrião d’água, almeirão, salsa e cebolinha, usar quatro a seis sementes por orifício.

            5) Após a semeadura, caso haja necessidade, irrigar levemente a placa com água usando um pulverizador ou regador com crivo fino.

            6) Colocar a bandeja com a placa já semeada, em local apropriado para a germinação de sementes (temperatura amena porém com pouca variação de 20 a 25o C). Normalmente, não há necessidade de irrigação da espuma durante o período de 48 h após a semeadura. Entretanto, caso haja necessidade, umedecer a placa de espuma fenólica por subirrigação, usando-se apenas água.

            7) No período de 48 a 72 horas a setenta e duas horas após a semeadura , transferir as placas para a estufa e acomodar num local com luminosidade plena. Iniciar a subirrigação com a solução nutritiva diluída a 50%. A espuma deve ser mantida úmida porém não encharcada. Quando a semente iniciar a emissão da primeira folha verdadeira (cerca de 7 a 10 dias após a semeadura), efetuar o transplante das células contendo as plantas para a mesa de desenvolvimento das mudas, mantendo um espaçamento entre células de 5cm x 5cm, caso essa mesa tenha canaletas de PVC de 50 mm, ou 7,5 cm x 5 cm caso seja com telha de fibrocimento de 4 mm. Para facilitar o transplante das células de espuma para a canaleta, use uma pinça (tira dobrada de PVC com 1 cm de largura) para auxiliar a colocação de cada muda no fundo da canaleta. O orifício na placa de isopor de cobertura da mesa deve ser de no máximo 3,5 cm de diâmetro.

            8) Quando da transferência das mudas para a mesa definitiva ou para a mesa intermediária, tomar cuidado para que o sistema radicular fique bem acomodado na canaleta de crescimento. O cubo de espuma fenólica permanece intacto com a planta até a fase final de colheita.

            Cada m² de canteiro intermediário fornece mudas para 4 m² de canteiro definitivo. Para a cultura de alface, a mais plantada na hidroponia, tem-se conseguido, com o uso desse sistema intermediário, aumentos de 50% na produção mensal usando-se uma mesma área de mesa. É recomendado que toda etapa de produção de mudas seja realizada em uma unidade separada das unidades de produção, para que qualquer problema fitossanitário (ataque de pragas e ocorrência de doenças) possa ser controlado de maneira segura seguindo-se o atendimento aos períodos de carência, sem comprometimento às plantas que serão comercializadas em breve.

RECOMENDAÇÕES DE CULTIVO DE ALGUMAS HORTALIÇAS DE FOLHAS E DE FRUTOS

            Os procedimentos e recomendações técnicas para o cultivo de algumas hortaliças de folhas e de frutos, encontram-se nos quadros 9 e 10, respectivamente.

            As informações dadas para a obtenção das mudas referem-se ao uso da espuma fenólica, com exceção da cultura do morango, cuja muda inicial (Muda I) poderá ser originada de substrato organo-mineral, dada a ausência no mercado de mudas em espuma fenólica. Para a obtenção de mudas em espuma fenólica, o procedimento é similar ao usado para as mudas em substrato organo-mineral, ou seja, destacar as mudas dos estolões e plantá-las em cubos de espuma fenólica umedecida com solução nutritiva para mudas.

 

 

PROJETO PARA A PRODUÇÃO DE 1.250 PLANTAS DE ALFACE POR SEMANA NUMA ESTUFA COM DIMENSÕES DE 7m x 50m (350m2).

Mudas

Mudas Fase I - Da semeadura até a emergência (início de aparecimento da primeira folha) - tempo: uma semana. Área para esta fase: 1,5 m x 0,75 m. Suficiente para acomodar as placas de espuma fenólica (dimensão de cada placa: 0,20 m x 0,40 m. Número de placas por semana: 10 Com 160-180 células cada.

Mudas Fase II - Da emergência até o estádio do início de aparecimento da quinta folha) - tempo: duas semanas. Espaçamento entre plantas: 0,05 m x 0,05 m. Área para esta fase: 1,5 m x 4,75 m.

Plantas da fase intermediária - tempo para formação: duas semanas. Espaçamento entre plantas: 0,125 m x 0,125 m. Área para esta fase: 1,5 m x 30 m, ou duas mesas sendo uma com 12m e outra com 18m de comprimento, respectivamente.

Plantas da fase definitiva - tempo para formação: duas semanas. Espaçamento entre plantas: 0,25 m x 0,25 m. Área para esta fase: 1,5 m x 108 m, ou três mesas com 12 m de comprimento e quatro mesas com 18 m de comprimento.

A figura 13 ilustra a disposição das diferentes mesas no interior de uma casa de vegetação com dimensões de 7m x 50 m.

 

Dimensionamento Hidráulico

Mesa de mudas fase II: Número de canais de cultivo por mesa: 1,5 m/0,05 m = 30; Fluxo de solução nutritiva/canal de cultivo/minuto = 1,0 L. Através da equação (1) calcula-se a vazão da bomba d’água em Lh-1, ou seja,
            Vazão da bomba d’água = 1,0 x 30 x 0,09 = 2,700 Lh
-1 = 2.700 L.min-1.

Mesa de plantas fase intermediária: Número de canais de cultivo por mesa: 1,5 m/0,125 m = 12; Número de mesas: 2; Número total de canais de cultivo: 2 mesas x 12 = 24; Fluxo de solução nutritiva por canal de cultivo por minuto: 1,5 L
            Vazão da bomba d’água = 1,5 x 24 x 0,09 = 3,240 Lh
-1 = 3.240 L.min-1

Mesa de plantas fase definitiva: Número de canais de cultivo por mesa: 1,5 m/0,25 = 6; Número de mesas: 7; Número total de canais de cultivo: 7 x 6 = 42; Fluxo de solução nutritiva/canal de cultivo/minuto: 2,0 L
            Vazão da bomba d’água = 2,0 x 42 x 0,09 = 7,560 L.h
-1 = 7.560 L.min-1.

            Portanto, deve-se usar bombas d’água com as seguintes capacidades de vazão: Mesa mudas II – 2,700 L.h-1, Mesa plantas fase intermediária –3,240 Lh-1, Mesa plantas fase definitiva – 7,560 L.h-1. Essas vazões garantirão o fluxo desejado em cada fase e também a aeração da solução nutritiva.

Depósitos para solução nutritiva

Mudas fase II: Número total de plantas: 2.850; Relação de volume por planta: 0,1 a 0,2 Lplanta-1.
            Volume do depósito: 2850 x 0,1 a 2850 x 0,2 = 285 a 570 L

Plantas fase intermediária: Número total de plantas: 2850; Relação de volume por planta: 0,25 a 0,50 Lplanta-1
           
Volume do depósito: 2850 x 0,25 a 2850 x 0,5 = 712,5 a 1425 L

Plantas fase definitiva: Número total de plantas: 2592; Relação de volume por planta: 0,75 a 1,0 Lplanta-1
           
Volume do depósito: 2592 x 0,75 a 2592 x 1,0 = 1944 a 2592 L

            Portanto, deve-se trabalhar com depósitos com as seguintes capacidades mínimas: Mudas Fase II - 500 L, Plantas Fase intermediária – 1.000 L e Plantas Fase definitiva – 2.000 L

            Para outras hortaliças de folhas, o procedimento de cálculo é semelhante, devendo-se entretanto efetuar o ajuste para o número de plantas por mesa. Para as. Hortaliças de frutos, deve-se adotar uma relação de volume de 4 a 5 Lplanta-1, devido a maior evapotranspiração e o fluxo de solução de acordo com os dados do quadro 10.

REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

ADAMS, P. Crop nutrition in hydroponics. Acta  Horticulturae, 323, p.289-305, 1992.
ADAMS, P. Nutrition of greenhouse vegetable in NFT and hydroponic systems. Acta Horticulturae ,361:p 254-257, 1994.

BARRY, C. Nutrients: The handbook to hydroponic nutrient solutions. Narrabeen, NSW, Australia, Casper Publications Ltda., 1996, 55p.

BENOIT, F & CEUSTERMANS, N. Horticultural aspects of ecological soillless growing methods. Acta Horticulturae, 396: 11-24, 1995.
BENTON JONES, J. Jr. Hydroponics: its history and use in plant nutrion studies. Journal of Plant Nutrition, 5(8): 1003-1030, 1982.
BERRY, W.L. The evolution of hydroponics. Hydroponic Society of America. Proccedings of 17th Conference, San Jose, CA, USA, p. 87-95, 1996.

CARRASCO,G. & IZQUIERDO, J.A. A média empresa hidropônica: A técnica da solução nutritiva recirculante (“NFT”). Talca, Chile, Universidade de Talca, Escritório Regional da FAO para a América Latina e o Caribe, 1996, 91 p.

CASTELLANE, P.D. & ARAUJO, J.A.C., de. Cultivo sem solo-Hidroponia. Jaboticabal. FUNEP. 1994. 43p.
COOPER, A.  The ABC of NFT.
Casper Publications Pty Ltd., Narrabeen, Australia, 1996. 171p.
FAQUIM, V.; FURTINI NETO, A.E. & VILELA, L.A.A. Produção de alface em hidroponia. Lavras, MG, UFLA, 1996, 50p.

FURLANI, P.R. Instruções para o cultivo de hortaliças de folhas pela técnica de Hidroponia NFT.  Campinas, Instituto Agronômico, 1998, 30p. (Boletim técnico, 168).

GRAVES, C.J. The nutrient film technique.
In: JANICK, J., ed. Horticultural Reviews. Westport, Connecticut, USA, The AVI Publishing Company, 1983. v. 5, cap. 1, p.1-44.
JENSEN, M.H. & COLLINS, W.L. Hydroponic vegetable production. In: JANICK, J., ed. Horticultural Reviews, Westport, Connecticut, USA, The AVI Publishing Company, 1985. v. 7, cap. 10, p.483-558.

LIM, E.W. & WAN, C.K. Vegetable prodution in the tropics using a two phase substrate system of soiless culture. In: Proceeding of the Sixth International Congress on Soiless Culture, ISOSC, Lunteren,  The Netherlands., p. 317-328.
1984.
MARTINEZ, H.E.P. & SILVA FILHO, J.B. Introdução ao cultivo hidropônico de plantas. Viçosa, MG, 1997. 52p

MARTINEZ, H.E.P. Formulação de soluções nutritivas para cultivos hidropônicos comerciais.
Jaboticabal, FUNEP, 31 p. 1997.
MUCKLE, M.E. Hydroponic nutrients. 3rd ed.
Princeton, British Columbia, Canada,. Growers Press Inc., 1993, 154 p.
NIELSEN, N. E. Crop production in recirculating nutrient solution according to the principle of
regeneration. In: INTERNATIONAL SOCIETY FOR SOILLESS CULTURE, Proceedings of the Sixth International Congress on Soilless culture. Lunteren, The Netherlands., p. 421-446, 1984.
PAPADOPOULOS, A.P.  Growing greenhouse seedless cucumbers in soil and in soilless media.  Agriculture Canada Publication 1902/E. 1994. 126p.

PAPADOPOULOS, A.P. Growing greenhouse tomatoes in soil and in soilless media. Agriculture Canada Publication 1865/E. 1991. 79p.

PARDOSSI, A.; LANDI, S.; MALORGIO, F.; CECCATELLI, M.  & CAMPIOTTI, C.A. Studies on melon grown with NFT. 
Acta Horticulturae, 361: 186-193, 1994.
RAIJ, B. van; CANTARELLA, H.; QUAGGIO, J.A. & FURLANI, A.M.C. Recomendações de adubação e calagem para o Estado de São Paulo.  2.ed.ver.atual. Campinas, Instituto Agronômico/Fundação IAC, 1997. 285p. (Boletim Técnico 100).

RESH, H.M. Hydroponic food production. 5th ed. Califórnia, EUA, Woodbridge Press Publishing Company, 1996, 527 p.

RESH, H.M. Hydroponic tomatoes for the home gardener, California, EUA, Woodbridge Press Publishing Company, 1993, 142 p.

SAROOSHI, R.A. & CRESSWELL, G.C. Effects of hydroponic solution compositiion, eletrical condutivity and plant spacing on yield and quality of strawberries. Australian Journal of Experimental Agriculture, 1994, 34, 529-535 p.
SASAKI, J.L.S. Hidroponia.
In: IX Semana da Agronomia (Palestras), UNESP/Ilha solteira, SP. 1992. 9p.
SONNEVELD,C. & STRAVER,N. Nutrient solutions for vegetebles and flowers grown in water or substrates. Tenth ed. Proefstation voor Tuinbouw onder Glas Te Naaldwijk, The Netherlands, Series: Voedingsoplossingen Glastuinbouw, no 8, 45 p., 1994.


1 Eng° Agr°, Dr., Pesq.Cient./CSRA/Instituto Agronomico – Caixa Postal 28 – CEP13001-970 Campinas, SP. Bolsista do CNPq. E-mail: pfurlani@conplant.com.br

2 Eng
° Agr°, M.Sc., Assistente Técnico/Estação Experimental de Agronomia em Pindorama/Instituto Agronomico – Caixa Postal 24 – CEP15830-000 Pindorama, SP. E-mail: lcsilveira@zup.com.br

3 Eng
° Agr°, Pesq.Cient./Núcleo de Agronomia da Alta Mogiana/Instituto Agronomico – Caixa Postal 271 – CEP14001-970 Ribeirão Preto, SP. E-mail: denizart@highnet.com.br


4
Eng° Agr°, Dr. Professor Titular do DCS/UFLA, Caixa Postal 37 - CEP 37.200-000  Lavras, MG. Bolsista do CNPq. E-mail: vafaquin@ufla.br



Reprodução autorizada desde que citado a autoria e a fonte


Dados para citação bibliográfica(ABNT):

FURLANI, P.R.; SILVEIRA, L.C.P.; BOLONHEZI, D.; FAQUIN, V.  Cultivo Hidropônico de Plantas: Parte 3 - Produção de mudas para hidroponia. 2009. Artigo em Hypertexto. Disponível em: <http://www.infobibos.com/Artigos/2009_2/hidroponiap3/index.htm>. Acesso em:


Publicado no Infobibos em 11/05/2009

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